RZPD – Europas größtes Servicezentrum für funktionelle Genomforschung

Das RZPD in Berlin, auf dem Gelände der ESCP-EAP - Foto: D.Höwing

Das RZPD in Berlin, auf dem Gelände der ESCP-EAP - Foto: D.Höwing

Das Deutsche Ressourcenzentrum für Genomforschung (RZPD) ist Europas größtes Servicezentrum für die funktio­nelle Genomforschung. Der zentrale Baustein des RZPD ist die weltweit umfangreichste öffentlich zugängliche Klon­sammlung: Mehr als 35 Millionen Klone ruhen in den Tiefkühlschränken, um bei Bedarf an Forschergruppen versandt zu werden. Zusätzlich bietet das Berliner Ressourcenzentrum den Wissenschaftlern aus Industrie und Forschung indi­viduell abgestimmte Hochdurchsatztechnologien, Automatisierungslösungen und standardisiertes Referenzmaterial an. Dieser Service wird durch eine sehr enge Zusammenarbeit mit deutschen und internationalen akademischen und industriellen Partnern gewährleistet.

DAS DEUTSCHE RESSOURCENZENTRUM FÜR GENOMFORSCHUNG (RZPD)

Durch die zentrale Bereitstellung verschiedener Technologien werden die eingesetzten finanziellen Mittel optimal genutzt. Das RZPD sichert darüber hinaus einen hohen Qualitätsstandard, denn alle Produkte unterliegen strengen Kontrollen nach den Richtlinien der internationalen Norm für Qualitätsmanagementsysteme (DIN EN ISO 9001:2000). Die Forscher werden durch den Service einerseits von Routineaufgaben befreit. Andererseits können sie aufgrund der hohen und gleich bleibenden Qualität Daten verschiedener Experimente besser vergleichen.

Ergebnisse, die mit dem Material des RZPD gewonnen werden, sind öffentlich zugänglich. Sie werden außerdem mit weiteren Informationen aus öffentlichen Datenbanken verknüpft. Alle Materialien werden mit international standardi­sierten Kennungen versehen, so dass eine systematische Suche mit unterschiedlichen Fragestellungen möglich ist. Die Nutzung der Ergebnisse, die mit den bereitgestellten Materialien oder Informationen erzielt werden, bleibt dabei allein in der Hand der Forscher. Das RZPD erhebt keine Ansprüche auf geistiges Eigentum aus diesen Erkenntnissen.

Das RZPD ist eine Gemeinnützige GmbH. Etwa 30% des Etats kommt aus dem wirtschaftlichen Geschäftsbetrieb. Die restlichen Gelder für die Arbeit und Forschung stammen aus öffentlichen Fördermitteln, die zu einem überwiegenen Teil Vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) zur Verfügung gestellt werden.

Geleitet wird das RZPD von einem wissenschaftlichen und einem administrativen Geschäftsführer. Alle Aktivitäten werden durch einen international renommierten wissenschaftlichen Beirat begleitet. Die Gesellschafter des RZPD sind die Max-Planck-Gesellschaft (50 Prozent), das Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin (25 Prozent) und das Deutsche Krebsforschungszentrum (25 Prozent).

PCR: AUTOMATISIERTES KOPIEREN VON DNA-ABSCHNITTEN

Kaum eine Methode hat die biologische Wissenschaft so schnell und umfassend revolutioniert wie die PCR (= Polymerase Chain Reaction, dt: Polymerase-Kettenreaktion). Die PCR ist ein Kopierverfahren, bei dem winzige Mengen an DNA in kürzester Zeit vervielfältigt werden, so dass genügend Material für weitere Untersuchungen zur Verfügung steht.

Theoretisch genügt für die PCR ein einziges DNA-Molekül – die PCR ist damit eine der empfindlichs­ten biologischen Techniken überhaupt. Mithilfe der PCR können zum Beispiel Krankheitserreger oder krankheitsrele­vante Gen-Veränderungen nachgewiesen werden. Weitere Anwendungsgebiete neben der medizinischen Diagnostik sind: Archäologie, Gerichtsmedizin, Vaterschaftsnachweise, genetische und biologische Forschung.

Das Grundprinzip der PCR ist einfach:

Die Anzahl der kopierten DNA-Moleküle wird in einer Kettenreaktion immer und immer wieder verdoppelt, so dass aus einem DNA-Molekül nach 20 Verdopplungsrunden (= PCR-Zyklen) etwa eine Million Moleküle entstehen. Die DNA-Strang-Verdopplung wird von einem bestimmten Protein, der Taq-DNA-Poly-merase, durchgeführt. Es handelt sich dabei um ein Enzym, das aus einer Bakterienart stammt, die in Heißwasserquellen lebt. Deshalb ist diese Polymerase besonders hitzebeständig. Das ist eine wichtige Voraussetzung, da einzel­ne Schritte der PCR bei hohen Temperaturen (bis zu 95°C) durchgeführt werden müssen. Bei diesen Temperaturen werden Proteine normalerweise zerstört. Die Taq-DNA-Polymerase verbindet einzelne Nukleotid-Bausteine zu langen DNA-Molekülsträngen. Sie benötigt dafür:

  1. die Bausteine der DNA – die Nukleotide mit den Basen Adenin, Thymin, Cytosin oder Guanin
    (A, T, C oder G).
  2. ein kleines Stück DNA, an das sie die Bausteine anbauen kann
    (die sog. Startermoleküle, engl. „Primer“).
  3. einige Exemplare des DNA-Moleküls, von dem ein definierter Abschnitt kopiert werden soll. Diese DNA-Moleküle dienen sozusagen als Schablone (= Matrize) für den Zusammenbau der neuen Stränge.

Für die PCR werden zwei Startermoleküle benötigt. Diese Primer kann man synthetisch herstellen. Ihre Basenabfolge wird so gewählt, dass die Sequenz des einen Primers komplementär zur Startsequenz eines Strangs der DNA-Doppel-helix ist, während die des anderen zur Startsequenz des zweiten Strangs derselben DNA-Doppelhelix des jeweiligen DNA-Abschnitts passt, den man vervielfältigen möchte.

Die beiden Startermoleküle lagern sich deshalb genau an die Flanken des interessierenden DNA-Bereiches an, der eine am ersten Einzelstrang und der andere am komplementären zweiten Einzelstrang. Die Taq-DNA-Polymerase baut nun an die Starter einen zum Matrizenstrang jeweils passenden Nukleotid-Baustein an. Enthält das nächste Nukleotid der Matrize beispielsweise ein A, dann bekommt der Starter ein T-Nukleotid angehängt, bei einem G ist es ein C-Nukleotid. Auf diese Weise kann die Polymerase den Primer bis zum Ende der Matrize verlängern. In der Natur erfolgt ein ähnlicher Vorgang bei der Zellteilung, wenn die DNA-Polymerase das Erbgut verdoppelt (= Replikation, s. Kap. „Grundlagen der Genomforschung“).

Der DNA-Doppelstrang windet sich auf und die Basenpaare lösen sich voneinander. Jeder der bisherigen DNA-Einzelstränge bildet die Vorlage für den neu zu bildenden komplementären Strang. Allerdings wird bei der Replikation der gesamte DNA-Strang verdoppelt, und nicht – wie bei der PCR – nur ein Ausschnitt von mehren hundert Basenpaaren vervielfältigt.

PCR-Ablauf

Die PCR beruht auf einem mehrfach wiederkehrenden Zyklus aus drei Schritten:

  1. Denaturierung („Auftrennung“)
    Zunächst wird der DNA-Doppelstrang durch Erhitzen auf über 90°C in die beiden Einzelstränge getrennt
    (= denaturiert).
  2. Primer-Anlagerung
    Im zweiten Schritt wird die Temperatur auf ca. 37 bis 65°C abgekühlt, so dass sich die beiden Primer an den DNA-Strang anlagern können.
  3. Verlängerung
    Im dritten Schritt wird die Temperatur wieder erhöht, diesmal auf 72 °C. Das ist die ideale Arbeitstemperatur für die verwendete Taq-DNA-Polymerase. Die Polymerase baut Nukleotide an die Primer an und verlängert diese so zu DNA-Strängen.
  4. Endprodukt
    Endprodukte des ersten PCR-Zyklus sind zwei DNA-Stränge (PCR-Fragmente).

RNA-PCR

Im Labor werden auch RNA-Moleküle mittels PCR vervielfältigt - Foto: D.Höwing

Foto: Im Labor werden auch RNA-Moleküle mittels PCR vervielfältigt – Foto: D.Höwing

Auch RNA-Moleküle kann man mithilfe der PCR vervielfältigen. Allerdings kann das RNA-Molekül selbst nicht für die PCR verwendet werden, denn es wird von der Taq-DNA-Polymerase nicht als Matrize akzeptiert. Die RNA ist mit der DNA zwar eng verwandt, sie unterscheidet sich jedoch in zwei wesentlichen Punkten:

  • Der Zuckerbestandteil der RNA ist Ribose (anstelle von Desoxyribose).
  • Statt Thymin enthält sie die Base Uracil.

Um dennoch das RNA-Molekül über eine PCR vervielfältigen zu können, wird die Basenabfolge der RNA in eine DNA-Sequenz „umgeschrieben“. Dazu verwendet man ein Protein namens „Reverse Transkriptase“ (eine Polymerase, die aus einem RNA-Virus stammt). Lagert sich ein Startermolekül an das RNA-Molekül an, dann wird dieses durch die Reverse Transkriptase verlängert. Dabei hängt das Enzym allerdings DNA-Nukleotid-Bausteine an den Primer an, so dass ein DNA-Einzelstrang entsteht, der komplementär zur RNA-Sequenz ist. Das Produkt enthält also dieselbe gene­tische Information wie das RNA-Molekül, ist aber aus DNA-Bausteinen aufgebaut.

Mithilfe der RNA-PCR können bestimmte Viren nachgewiesen werden, denn das Erbgut etlicher klinisch relevanter Viren (z. B. HI-Virus, Hepatitis C-Virus) besteht aus RNA. Außerdem ist die RNA-PCR ein wichtiger Schritt bei der Herstellung von cDNA-Bibliotheken.

KLONSAMMLUNGEN UND cDNA-BANKEN

Foto: D.Höwing - Klonsammlungen werden vervielfältigt, auf Arrays aufgebracht und in die Labors der Welt verschickt

Foto: D.Höwing – Klonsammlungen werden vervielfältigt, auf Arrays aufgebracht und in die Labors der Welt verschickt

a.) cDNA-Bank
Wir kennen heute die Buchstabenabfolge der Erbinformation vieler Organismen – einschließlich der des Menschen. Der Fokus der Wissenschaft richtet sich nun darauf, die Gene und Genprodukte zu analysieren und ihre Funktionen zu entschlüsseln. Obwohl alle Zellen eines Organismus die gleiche Erbinformation besitzen, wird in einer Zelle zu einem bestimmten Zeitpunkt immer nur ein kleiner Anteil abgelesen und umgesetzt. Dadurch entsteht ein genetisches Muster, das die Zelle charakterisiert und ihre Funktionen festlegt. Eine Leberzelle weist zum Beispiel ein anderes Muster auf als eine Nervenzelle. Die Kenntnis in welchen Geweben und wann bzw. wie oft ein Gen abgelesen wird, kann deshalb Hinweise auf die Funktion des Genprodukts geben.

Ein wichtiges Instrument für die Funktionsanalysen sind so genannte cDNAs. cDNA ist die Abkürzung für complimentary-DNA. Es handelt sich um DNA-Kopien der mRNA (messenger-/Boten-RNA), die als mobiler Überträgerstoff zwischen der im Zellkern fixierten DNA und dem Synthese­ort der Genprodukte (Proteine) außerhalb des Zellkerns dient. Sie wird nur von den Genen angefertigt, die im Folgen­den in Proteine übersetzt werden sollen. Nimmt man alle mRNA-Moleküle einer Zelle zusammen, hat man also Kopien aller Gene, die in dieser Zelle in diesem Moment in Proteine übersetzt werden (man spricht hier auch von aktiven Genen). Eine direkte biochemische Analyse dieser mRNA-Moleküle ist allerdings nur schwer möglich, da mRNA insta­bil ist und schnell abgebaut wird.

Zur besseren Handhabung wird deshalb zunächst eine DNA-Kopie der mRNA er­stellt. Dies geschieht über die so genannte RNA-PCR, die sich nur in wenigen Punkten von der DNA-PCR unterschei­det (s. Text „RNA-PCR“). Die entstandenen cDNA-Fragmente werden dann in kleine, ringförmige DNA-Moleküle (= Vektoren) eingebaut. Diese Vektoren dienen sozusagen als Transportvehikel: Durch sie können die cDNA-Fragmente leicht in Wirtszellen eingeschleust und dort vermehrt werden. Zellen, die von derselben Mutterzelle abstammen und demnach alle einen Vektor mit demselben cDNA-Fragment besitzen, bezeichnet man als Klone – sie sind genetisch identisch. In diesem Fall spricht man auch von cDNA-Klonen. Eine Sammlung von unterschiedlichen cDNA-Klonen, die die abgelesene und umgesetzte Erbinformation einer Zelle (oder eines Gewebes) repräsentieren, bezeichnet man als cDNA-Bank oder Bibliothek.

b.) Genomische Banken
Genomische Banken stellt man her, indem zunächst die Erbgut-DNA der Zellen isoliert und dann durch „molekulare Scheren“ (Restriktionsenzyme) in kleinere Stücke zerlegt. Diese DNA-Fragmente werden in Vektoren eingefügt, in Wirtszellen eingeschleust und dort vermehrt. Im Unterschied zur cDNA-Bank beinhaltet eine Vielzahl der so entstan­denen Konstrukte keine vollständigen Gene, sondern besteht aus Gen-Bruchstücken und/oder aus Sequenzbereichen, die nicht für Proteine kodieren. Die Klone einer genomischen Bank repräsentieren zusammen große Bereiche oder sogar die gesamte genomische Sequenz (das gesamte Genom) eines Organismus.

Einen besonderen Service bietet die Klonsammlung des RZPD:
Über 35 Millionen verschiedene, einzeln adressierbare cDNA- und genomische Klone stehen den Wissenschaftler zur Verfügung. Alle Klone befinden sich in Mikrotiter-platten. Das sind Lochplatten mit 96 bzw. 384 Löchern. Diese Löcher sind regelmäßig angeordnet (12×8= 96):
12 Spalten (Nummerierung auf der Platte: 1-12), 8 Reihen (Nummerierung auf der Platte: A-H). Jedes Loch einer jeden Platte – die Platten sind ebenfalls fortlaufend durchnummeriert – gehört zu einer bestimmten Bibliothek. Die Bibliotheken tragen ebenfalls einzigartige Nummern. Die Adresse eines jeden Lochs einer jeden Platte und des darin lebenden Klons ist damit eindeutig. Dieses umfassende Angebot, das über eine benutzerfreundliche Suchmaschine auf der Webseite des RZPD zugänglich ist, ist einzigartig – das RZPD besitzt die größte öffentliche Klonsammlung weltweit.

ARRAYS

Bei der Array-Technologie handelt es sich um ein Hochdurchsatzverfahren, das die gleichzeitige Analyse einer großen Anzahl von Genen oder Genprodukten ermöglicht. So kann zum Beispiel mithilfe eines so genannten DNA-Chips schnell und effektiv untersucht werden, welche Gene in welchen Geweben oder zu welchem Zeitpunkt abgelesen werden. Der DNA-Chip ist nicht viel größer als eine Münze und besteht aus Glas oder aus einer Membran. Er ist in viele kleine Felder unterteilt und auf jedem dieser kleinen Felder ist ein bestimmtes Gen fixiert, so dass dessen Position auf dem Chip genau festgelegt ist. Daher wird ein solcher Chip auch DNA-Array genannt (engl., „array“ = Anordnung). Manche Chips haben bis zu 1,3 Millionen Felder, so dass es möglich ist, zehntausende von Genen gleich­zeitig zu untersuchen.

Interessiert einen Wissenschaftler, welche Gene nur in einer Tumorzelle – und nicht in einer gesunden Zelle – in Eiweiße übersetzt werden, so kann er das mithilfe eines DNA-Arrays bestimmen. Für diesen Ansatz werden zunächst die mRNA-Moleküle der beiden Zelltypen isoliert und in cDNA übersetzt (s. Text „Klonsammlungen und cDNA-Banken“). Die entstandenen cDNA-Fragmente werden mit einem Fluoreszenzfarbstoff markiert.

Zum Beispiel sind die cDNA-Fragmente der Krebszellen rot und die der gesunden Zellen grün. Die beiden Ansätze werden im folgenden Schritt gemischt, und Pipettier-Roboter impfen kleine Tröpfchen dieses Gemisches auf jedes Feld des DNA-Arrays. Wenn es in dem Gemisch ein cDNA-Fragment gibt, dass genau zu dem Gen des jeweiligen Chip-Feldes passt (= kom­plementär ist), dann bindet dieses Fragment an das Gen. Aufgrund der Fluoreszenzmarkierung leuchtet das entspre­chende Feld dann unter Laserlicht farblich auf. Gene, die spezifisch für Krebszellen sind, würden in diesem Ansatz rot leuchten, während Gene, die nur in gesunden Zellen abgelesen werden, grüne Signale ergeben. Ein Gen wiederum, das in beiden Zellarten aktiv ist, würde aufgrund der Farbüberlappung gelb dargestellt werden. Ein Vergleich dieser Farbsignale deckt die Unterschiede der genetischen Aktivität der beiden Zelltypen auf.

Das RZPD bietet unterschiedliche Array-Systeme an:

Kundenspezifische Makroarrays (Customized Macroarrays)
Das RZPD verwendet ein voll automatisiertes Verfahren, um die Makroarrays zu produzieren. Roboter drucken die Proben mit einer Dichte von 125 Spots pro cm2 auf die Membranen. Abhängig vom Probenmaterial können die ferti­gen Makroarrays für bis zu zehn Analysen verwendet werden.

cDNA-Makroarrays:
Die mRNA einer Zellpopulation oder eines Gewebes stellt das Ausgangsmaterial für diese Arrays dar. Sie wird in cDNA übersetzt (s. Text „Klonsammlungen und cDNA-Banken“) und auf das Trägermaterial gedruckt. Der Array repräsentiert demnach die Gene, die zu einem bestimmten Zeitpunkt in einer Zellpopulation oder einem Gewebe aktiv waren.

Kolonie-Makroarrays:
Für die Herstellung dieser Arrays werden ebenfalls DNA-Banken (s. Text „Klonsammlungen und cDNA-Banken“) verwendet. Allerdings ist es bei dieser Form der Arrays nicht notwendig, die DNA zu isolie­ren, sondern die Wirtszellen, welche die cDNA-Bank-Vektoren enthalten, werden direkt auf das Trägermaterial aufgebracht. Dieses Verfahren ist einfacher als die Produktion von cDNA-Makroarrays und ermöglicht die Identi­fizierung positiver Klone.

Protein-Makroarrays:
Ausgangsmaterial für die Herstellung dieser Arrays sind so genannte Expressionsbiblio­theken. Dabei handelt es sich um cDNA-Banken in Wirtszellen, die zum Ablesen der isolierten Gene (= Gen­expression) angeregt werden können. Die Wirtszellen werden direkt auf das Trägermaterial aufgebracht, die Genexpression wird gestartet, und anschließend werden die Zellen aufgelöst (lysiert). Dadurch liegen die Proteine (die Genprodukte) frei zugänglich auf der Array-Oberfläche. Der Protein-Makroarray wird zum Beispiel verwendet, um die Bindungspartner der Proteine zu bestimmen.

Individuell gefertigte Mikroarrays (engl. Custom-made Microarrays) Bei diesen Arrays befindet sich nur eine kleine Anzahl ausgewählter Gene (bzw. repräsentative Abschnitte dieser Gene) auf einem Glasträger, die bereits bei anderen Analysen als interessant identifiziert wurden, weil sie zum Beispiel bei der Entstehung von Krankheiten eine Rolle spielen. Mithilfe der Mikroarrays kann dann die Aktivität dieser Gene (etwa während eines Krankheitsverlaufes oder eines Entwicklungsprozesses) bestimmt werden.

Affymetrix Genechip
Die Firma Affymetrix verwendet eine andere Technik, um Gensequenzen auf einen Chip aufzutragen. Es werden nicht DNA-Fragmente oder Wirtszell-Kolonien auf den Chip aufgebracht, sondern kurze charakteristische Sequenzen von 25 Nukleotiden (Oligonukleotide) werden direkt auf der Trägersubstanz synthetisiert. Hierbei setzt Affymetrix ein Verfah­ren ein, das auch bei der Herstellung von Computer-Chips verwendet wird: die Fotolithographie. Die Expressions-Arrays von Affymetrix repräsentieren alle bekannten Gene eines Organismus.

Eine andere Variante der Genechips® – die so genannten Mapping Arrays – ermöglicht den Vergleich von mehr als 116.000 einzelnen Basen in unterschiedlichen Abschnitten des menschlichen Genoms. Unterscheidet sich eine dieser Basen zwischen zwei Menschen, so handelt es sich hierbei um eine der häufigsten genetischen Variationen im menschlichen Genom, die alle 500 bis 1.000 Basenpaare auftreten (Einzelnukleotid-Sequenzvariationen, engl. Single Nukleotide Polymorphism, SNP). Mithilfe dieser SNPs können Wissenschaftler „Krankheits-Gene“ lokalisieren.

GenomeCube

Die Abteilung Bioinformatik des RZPD fügt unterschiedliche Datenquellen, zum Beispiel Sequenzinformationen, Beschreibungen von Proteinen oder wissenschaftliche Literatur zu Superdatenbanken zusammen. Über eine intuitiv zu bedienende Suchmaschine, den so genannten GenomeCube®, erhalten die Anwender einen einfachen und beque­men Zugriff auf diese Informationen. Sie helfen ihnen dabei, unterschiedliche wissenschaftliche Fragestellungen zu beantworten.

Über den GenomeCube® können die Forscher auch abfragen, welche für ihre Arbeit relevanten Materia­lien, zum Beispiel cDNA-Klone oder genomische Klone, am RZPD vorhanden sind und bestellt werden können. Gene und Genprodukte sind dabei die wichtigsten und größten Komponenten des GenomeCube®: Das RZPD kann für jedes Gen einer bestimmten Spezies unterschiedliche Klone, RNAs oder Antikörper anbieten. Diese Materialien sind für die Arbeit der Genomforscher unverzichtbar.

Die Benutzer des GenomeCubes® können einen Klon unter anderem über Gensymbole, Genbeschreibungen oder Genbank-Zugriffsnummern suchen. Der GenomeCube® liefert dem Anwender außerdem eine Tabelle mit allen zu einem Gen vorhandenen Materialien, sortiert nach Spezies und Typ. Durch das Anwählen der Schaltfläche „Gene Info“ erscheinen weiterführende Links und ausführliche Informationen zu dem aus­gewählten Gen. Ein Klick auf „All Pro-ducts“ liefert eine Übersicht aller zur Verfügung stehenden Produkte. Auch das Bestellen ist durch einfache Mausklicks möglich. Seit kurzem können auch ganze Listen von Genbezeichnern verarbeitet werden. Solche Listen entstehen zum Beispiel bei der Analyse hoher Aktivität von Genen in einer Zelle.

Weitere Informationen unter www.rzpd.de

Dr. Johannes Maurer
RZPD – Deutsches Ressourcenzentrum
für Genomforschung
Heubnerweg 6
14059 Berlin
Tel.: 0 30/3 26 39-2 51
Fax: O 30/3 26 39-2 62
E-Mail: j.maurer@rzpd.de

Johannes Maurer ist wissenschaftlicher Geschäftsführer des Deutschen Ressourcenzentrums für Genom­forschung (RZPD), einer gemeinnützigen Serviceeinrichtung für die funktionelle Genomforschung. Er promo­vierte am Institut für Humane Genetik der Universität Tübingen mit einer Arbeit über angeborene stationäre Nachtblindheit. Bevor er zum RZPD kam, war er Koordinator des Interdisziplinären Forschungsverbundes Humangenomforschung Berlin und Leiter der Geschäftsstelle des Wissenschaftlichen Koordinierungskomitees des Deutschen Humangenomprojekts (DHGP). Dr. Maurer ist Mitglied des Projektkomitees des Nationalen Genomforschungsnetzes (NGFN) und Gründungsmitglied der Kommission des Zentrums für funktionelle Genomforschung Berlin-Brandenburg. Außerdem ist er Aufrichtsratsmitglied der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (DSMZ).

Dr. Uwe Radelof
RZPD – Deutsches Ressourcenzentrum
für Genomforschung
Heubnerweg 6
14059 Berlin
Tel.: 0 30/3 26 39-1 22
Fax: O 30/3 26 39-1 11
E-Mail: radelof@rzpd.de

Uwe Radelof leitet die Abteilung Produktion/Services des Deutsches Ressourcenzentrums für Genom­forschung (RZPD). Er studierte Chemie an den Universitäten in Hamburg und Heidelberg und promovierte am Max-Planck-Institut für molekulare Genetik (MPI MG) in Berlin über die Entwicklung einer Technologie zur Unterstützung der genomischen Sequenzanalyse. Nach seiner Promotion leitete er eine Forschungsgruppe am MPI MG. Dr. Radelof war Projektleiter im Deutschen Humangenomprojekt (DHGP) und ist Teilprojektleiter im Nationalen Genomforschungsnetz (NGFN). Er ist Mitglied des Editorial Boards von „Briefings in Functional Genomics and Proteomics“.

Dr. Bernd Drescher
RZPD – Deutsches Ressourcenzentrum
für Genomforschung
Heubnerweg 6
14059 Berlin
Tel.: 030/3 26 39-2 00
Fax: 030/3 26 39-2 62
E-Mail: drescher@rzpd.de

Bernd Drescher studierte Chemie und Lebensmittelchemie in Berlin. Er promovierte 1973 an der Akademie der Wissenschaften in Berlin über die Diagnostik von Retroviren bei Nutztieren. Bei Fortführung dieser Forschungstätig­keiten fokussierte sich Herr Drescher auf die Computeranalysen von Sequenzinformationen bei Proteinen. Nach einer Zusatzausbildung für Arbeiten an Großrechnern bei der Siemens AG wechselte er 1987 zur molekularen Biophysik am DKFZ in Heidelberg. Beim Start des DHGP leitete Dr. Drescher die Abteilung Bioinformatik am Genomzentrum in Jena (IMB). Er kehrte 1998 nach Heidelberg zurück, um eine Arbeitsgruppe bei der Firma LION Bioscience AG zu leiten. Die Management-Erfahrungen brachte Dr. Drescher ab dem Jahre 2000 als Leiter der Bereiche Informatik/Bioinfor-matik und Arraytechnologie bei der Firma MWG Biotech AG in Ebersberg bei München ein. Seit 2003 koordiniert Dr. Drescher die Informatik mit den Bereichen Bioinformatics, Business IT und Computational Biology am RZPD.

RZPD, Mastermedia, Detlef Höwing


Krebszeitung

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